Способ создания экспериментальной субдуральной гематомы у мелких лабораторных животных

Изобретение относится к области медицины, в частности к патологической физиологии. Формируют перфорационное отверстие буром диаметром 0,1 мм с ориентирами 0,2 мм от брегмы и 2,0 мм сбоку от средней линии черепа. Забирают кровь из хвостовой вены в объеме 0,3 мл. Через перфорационное отверстие вводят иглу под углом 30° на глубину 2 мм, через которую вводят кровь из хвостовой вены со скоростью введения 0,1 мл/мин. После введения крови иглу оставляют в перфорационном отверстии на 2-3 минуты. Затем перфорационное отверстие запечатывают костным воском. Способ позволяет избежать повреждения тканей мозга, исключает истекание крови из раны, позволяет наблюдать животное длительный период времени.

 

Изобретение относится к ветеринарии, может быть использовано для разработки экспериментальных моделей воссоздания субдуральной гематомы, по аналогии гематом, возникающих при черепно-мозговой травме и геморрагических инсультах у человека, с целью разработки вариантов лекарственной терапии при указанной патологии.

Известны способы создания экспериментальной субдуральной гематомы у крыс:

1. Deinsberger W, Vogel J, Kuschinsky W, Auer LM, Boker DK. Experimental intracerebral hemorrhage: description of a double injection model in rats. NeurolRes. 1996;18:475-477. Моделирование геморрагического инсульта у крыс основано на введении в ткани мозга аутологичной артериальной крови. Для этого наркотизированным животным, фиксированным на спине, проводят катетеризацию правой бедренной артерии. Далее животное фиксируется в стереотаксической установке, проводится разрез кожи головы, скальпирование черепа и накладывание фрезевого отверстия диаметром 1,0 мм по координатам 0,2 мм кпереди и 3 мм вправо от брегмы. Затем проводят забор 1 мл крови из бедренной артерии животного. Введение аутологичной крови осуществляется на глубину 5,5 мм при помощи иглы с закругленным концом, после чего иглу извлекают и рану ушивают. Данный подход является проверенным и широко используемым методом моделирования геморрагического инсульта.

2. Yang GY, Betz AL, Chenevert TL, Brunberg JA, Hoff JT. Experimental intracerebral hemorrhage: relationship between brain edema, blood flow, and blood-brain barrier permeability in rats. J Neurosurg. 1994;81:93-102. В условиях наркоза животных фиксируют на спине, проводят катетеризацию правой бедренной артерии. Далее животное фиксируется в стереотаксической установке, проводится разрез кожи головы, скальпирование черепа и накладывание фрезевого отверстия диаметром 1,0 мм по координатам 0,2 мм кпереди и 3 мм вправо от брегмы. С помощью микроинфузионного насоса в правое каудатное ядро вводят с постоянной скоростью аутологичную кровь (выделенной из бедренной артерии), создавая управляемую и воспроизводимую гематому в зависимости от необходимого объема. Данный подход также широко используется для моделирования геморрагического инсульта.

3. Paul R. Krajft, Devin W. McBride, Tim Lekic, William B. Rolland, Charles E. Mansell, Qingyi Ma, Jiping Tang, and John H. Zhang. Correlation between subacute sensorimotor deficits and brain edema in two mouse models of intracerebral hemorrhage. Behav Brain Res. 2014 May 1; 264:151-160. В указанном варианте под внутривенным наркозом и после подготовки операционного поля, проводился надрез кожи в правой теменной кости, после было сделано отверстие (1 мм, с ориентирами 0,2 мм от брегмы и 2,0 мм с боку от средней линии). После этого у мышей обеспечивали доступ к центральной хвостовой артерии, которую прокалывали и собирали минимум 30 мкл артериальной крови в капиллярной трубке. Затем стеклянный шприц 250 мкл закрепляли на микроинъекционном насосе и игла стереотаксически вводилась через отверстие в кости с продвижением на 3,0 мм ниже твердой мозговой оболочки. В этом положении 5 мкл аутологичной цельной крови вводили в правое полушарие со скоростью 2 мкл/мин.

Представленные способы имеют ряд недостатков.

Во-первых, метод Deinsberger W, Vogel J, Kuschinsky W, Auer LM, Boker DK. Experimental intracerebral hemorrhage: description of a double injection model in rats. Neurol Res. 1996; 18:475-477. прямо или косвенно влияет на объем и время формирования гематом из-за рефлюкса крови вверх по иголочному тракту, вокруг иглы за счет большого диаметра перфорационного отверстия в кости черепа. Перфорационное отверстие в размере 1 мм представляется большим, что также способствует истеканию вводимой крови. Это требует введения более большего объема крови, что может прямо влиять на выживаемость животных в острый период.

Во-вторых, метод Yang GY, Betz AL, Chenevert TL, Brunberg JA, Hoff JT. Experimental intracerebral hemorrhage: relationship between brain edema, blood flow, and blood-brain barrier permeability in rats. J Neurosurg. 1994;81:93-102., а так же метод Paul R. Krafft, Devin W. McBride, Tim Lekic, William B. Rolland, Charles E. Mansell, Qingyi Ma, Jiping Tang, and John H. Zhang. Correlation between subacute sensorimotor deficits and brain edema in two mouse models of intracerebral hemorrhage. Behav Brain Res. 2014 May 1; 264:151-160. требуют наличия дорогостоящей аппаратуры (микроинъекционный насос). В-третьих, указанные методы с использованием бедренной артерии создают проблемы в будущем, когда приходит время оценить нейробиоральный дефицит.В-четвертых, продвижение иглы на 3 мм по методике Yang GY, Betz AL, Chenevert TL, Brunberg JA, Hoff JT. Experimental intracerebral hemorrhage: relationship between brain edema, blood flow, and blood-brain barrier permeability in rats. J Neurosurg. 1994;81:93-102. сопряжено с возможной травмой мягкой мозговой оболочки и мозговых структур с формированием гематомы за счет кровоизлияния из тканей мозга.

Техническая задача: разработка метода, позволяющего воспроизвести близкий по аналогии с человеком вариант субдуральной гематомы вследствие черепно-мозговой травмы, но без повреждения мозговых структур экспериментального животного. Поставленная задача решается следующим способом. Оперативный доступ к структурам мозга экспериментальных животных осуществляли на фоне действия сочетанного наркоза неингаляционного анестетика золетила с добавлением анальгетика. Золетил вводили подкожно в дозе 50 мг/кг массы подкожно. О наступлении хирургической стадии наркоза судили по отсутствию болевой реакции. После подготовки операционного поля, по средней линии черепа скальпелем делали разрез кожи, кровь останавливали 3%-ным раствором перекиси водорода. Кожу раздвигали указательным и большим пальцами левой руки, одновременно фиксируя голову животного. Отверстие в черепе осуществляли стоматологическим буром диаметром 0,1 мм с ориентирами 0,2 мм от брегмы и 2,0 мм с боку от средней линии. Правильность методики перфорации подтверждается отсутствием вытекания ликвора и крови в рану. Кровь из хвостовой вены в объеме 0,3 мл набирали в шприц, обработанный раствором гепарина. Через перфорационное отверстие, иглу для подкожных инъекций продвигали на глубину 2 мм и под углом 30° кровь медленно вводили в субдуральное пространство. Скорость кровотока составляла 0,1 мл/мин. После введения крови иглу не убирали из перфорационного отверстия в течение 2-3 минут. По истечении срока перфорационное отверстие запечатывали костным воском. Технический результат: разработан метод воспроизведения субдуральной гематомы у мелких лабораторных животных (крыса) по аналогии с вариантом гематомы вследствие черепно-мозговой травмы или геморрагического инсульта у человека. Способ, позволяет воспроизвести близкий, по аналогии с человеком, вариант субдуральной гематомы вследствие черепно-мозговой травмы или при геморрагическом инсульте, и отличающийся тем, что объем создаваемой гематомы соответствует объему наиболее часто встречающихся гематом у человека при черепно-мозговой травме и при геморрагическом инсульте. Метод воспроизводится без истекания крови вокруг иглы за счет меньшего диаметра перфорационного отверстия в кости черепа и исключает повреждение мозговых структур, смещения структур мозга гематомами большого объема, что позволяет наблюдать экспериментальное животное длительный период времени без его ранней гибели.

Способ создания экспериментальной субдуральной гематомы у мелких лабораторных животных, включающий в себя формирование отверстия в черепе, введение иглы для введения крови в субдуральное пространство, иглу оставляют в перфорационном отверстии, после чего перфорационное отверстие запечатывают костным воском, отличающийся тем, что перфорационное отверстие формируют буром диаметром 0,1 мм с ориентирами 0,2 мм от брегмы и 2,0 мм сбоку от средней линии черепа, затем забирают кровь из хвостовой вены в объеме 0,3 мл, через перфорационное отверстие вводят иглу под углом 30° на глубину 2 мм, через которую вводят кровь из хвостовой вены со скоростью введения 0,1 мл/мин, после введения крови иглу оставляют в перфорационном отверстии на 2-3 минуты.